眼科医学论文
五十年代中期，在国家中医政策的号召下，一大批西医眼科医师经过系统的学习中医以后，加入到中医眼科队伍中来，为中医眼科队伍补充了新的血液。从此使眼科的中西医结合工作有了长足发展。以下是小编整理的眼科医学论文，欢迎阅读。
眼科医学论文1
氟碳液体（Perfluorocarbon liquid）是有机烃中的氢被氟取代的一组化合物，一般有６个以上碳原子，也可含氧、氮、硫原子，可以通过多种 方法 合成[1]。无色透明，高比重，低粘度，不溶于水，生物化学性质稳定，无毒性，其优良的氧和二氧化碳溶解度，可以用来制造人造血液[2]。自1987年 Chang[3]首次在眼科玻璃体视网膜手术中作为流体动力操作工具（Hydrokinetic manipulation tool）应用已经近20a。本文就氟碳液体在眼科的实验研究和临床应用作一回顾性综述。
1氟碳液体眼科实验研究
1982年Haidt 等[4]首次将氟碳液体注入动物眼内，观察到氟碳液体在动物眼内有鱼卵样（fish egg appearance ）变化。以后用作眼科应用实验研究的氟碳液体有氟化多醚（Perfluoroether）[5],全氟三丁胺（Perfluorotributylamine）[6],全氟菲（Perfluorophenanthrene）[7],全氟辛烷（Perfluorooctane）[8],全氟萘烷（Perfluorodecalin）[9,10],全氟乙基环己烷（perfluoroethylcyclohexane）[11],全氟三正丙烷（Perfluorotri-n-propylamine）等[12,13]。氟碳液体注入眼内对视网膜的 影响 主要表现为下方与氟碳液体接触的视网膜外丛状层变窄，感光细胞核减少，感光细胞外节损害。氟碳液体注入视网膜下[14]会引起视网膜内外核层的水肿，外节段变性，亦可以发现氟碳液体被吞噬现象。氟碳液体在前房内可以引起下方与氟碳液体接触的角膜内皮细胞缺失与水肿。Versura 等[15]用免疫组化的方法检查了全氟萘烷玻璃体替代的组织学结果，在不同眼组织基质、氟碳液体泡周围发现了免疫球蛋白和补体片断，提示有免疫反应发生。资料显示氟碳液体在眼内存留，对视网膜的影响不仅与氟碳液体的纯度有关，还与氟碳液体的原子构成有关，仅含氟、碳原子的氟碳液体要比含氧、氮原子的氟碳液体眼内耐受性好。也有 文献 [16]认为氟碳液体对视网膜的影响仅是其比重２倍于水的重力物理作用。玻璃体腔内注入氟碳液体后ERG的变化认为是氟碳液体的绝缘作用，氟碳液体取出后波形会逐渐恢复。新的研究提出了氟碳液体引起视网膜变化的新假设[17]：氟碳液体阻止Müller细胞的内终足将视网膜内的钾离子虹吸到玻璃体腔，视网膜外层钾离子增加，引起神经组织变性和反应性胶质增生。
1.1氟碳液体对培养纤维细胞的影响[18] 为观察氟碳液体的生物化学稳定性，我们将纤维细胞种植于氟碳液体与培养基的界面，观察纤维细胞的生长情况，含没有完全氟化的氢的氟碳液体，纤维细胞有附着生长、增殖活跃，氧化铝处理氟碳液体，可以去除氟碳液体中含氢杂质（未完全氟化物质），减少纤维细胞生长增殖。
1.2氟碳液体对血视网膜屏障的影响[19] 兔眼玻璃体腔内注入全氟辛烷0.3mL，兔静脉注射荧光素，荧光光度计测量前房，玻璃体荧光含量，观察氟碳液体对血视网膜屏障的影响，结果术后第1d前房荧光含量与对照有显著差异，术后第7d玻璃体荧光含量与对照有显著差异，长期研究（7wk）没有发现血视网膜屏障渗透性增加。
1.3氟碳液体玻璃体替代后的氧动力学研究[20,21] 氟碳液体中的CF3的自旋晶格释放时间是其氧分压的敏感快速指标，兔眼玻璃体腔充满全氟三丁胺后动物吸入950mL/L氧气，50mL/L二氧化碳，19F核磁共振光谱仪测定氟碳液体中氧分压变化，氟碳液体氧摄入与时间常数是一条简单指数曲线159±110min(mean±SD,n =3)。动物改吸空气，氟碳液体中氧清除与时间常数也是一条简单指数曲线59.8±9.6min(mean±SD,n =4)。氟碳液体注入玻璃体腔以前纯氧灌注，注入兔玻璃体腔后动物吸入空气，氧分压变化与时间常数也是一条简单指数曲线69.6±12.6min(mean±SD, n =4)。临床上氟碳液体在手术后存留位于视网膜表面，19F磁共振光谱仪测定氟碳液体内氧分压代表视网膜表面的氧分压，可以用来检测糖尿病视网膜病变，早产儿视网膜病变等疾病视网膜内层的氧分压。
1.4氟碳液体与硅油的联合应用[22-27] 早期认为氟碳液体不溶于硅油，利用两者不同的比重，两者联合应用注入玻璃体腔可以分别对下方和上方的视网膜起顶压作用（1mL硅油向上的作用力是0.06g,0.3mL氟碳液体向下的作用力是0.25g），动物实验氟碳液体和硅油联合应用注入玻璃体腔可以阻止玻璃体切除后玻璃体腔注入成纤维细胞诱导的视网膜脱离。临床上也成功应用，在氟碳液体和硅油注入玻璃体腔数周后两者之间的液平清晰。以后有人报道在临床视网膜复位手术过程中使用氟碳液体后硅油填充的病例取硅油时有“重”硅油沉在下方难以取出，因为这种物质既不象硅油自动上浮，也不象氟碳液体那样粘度低容易吸出，经检验是残余氟碳液体与硅油、水的混合物，体外实验证实硅油不溶于氟碳液体，但相当量氟碳液体可溶于硅油。硅油的粘度不影响氟碳液体溶解度。
1.5氟碳液体细菌培养 氟碳液体在眼科玻璃体视网膜手术中的广泛应用是否会增加细菌污染和感染的机会，MorEira等[28]将金葡菌和铜绿假单胞菌接种于全氟辛烷，生理盐水，37℃孵育箱保存，接种后0、72、168、240h分别取接种样本平板细菌培养24h， 计算 细菌克隆，结果金葡菌和铜绿假单胞菌无法在全氟辛烷中生长， 我们认为不能单以氟碳液体中缺乏营养来解释，因为细菌在生理盐水中生长良好。氟碳液体在玻璃体视网膜手术中不易被细菌污染，不增加感染机会。
1.6氟碳液体对凝血的影响 MorEIra 等[29]研究了氟碳液体在体外，体内对凝血的影响。健康志愿者血标本加入一定量氟碳液体，测定凝血时间，部分促凝血酶原激酶时间（内源凝血通路），一期凝血酶原时间（外源性凝血系统），结果与对照无显著差异。体内实验，Moreira 比较了玻璃体切除后视网膜大动脉出血注入氟碳液体和林格氏液，在相同灌注压高度下，前者止血时间较后者短，两者有显著差异。我们认为氟碳液体在玻璃体腔内有很好的止血作用，特别是当出血来源多无法确定时。但氟碳液体促进止血的机制并不清楚。
2氟碳液体的眼科临床应用
2.1严重PVR视网膜脱离[30,31] 氟碳液体最早用于一般玻璃体切除，剥膜也无法复位的严重PVR视网膜脱离，玻璃体切除后，注入氟碳液体，其高比重将视网膜压平，视网膜下液体从原有前部裂孔溢出无须在后极部作视网膜切开，氟碳液体使视网膜相对固定，更有利于视网膜前剥膜。视网膜收缩粘连严重的病例，估计氟碳液体也不能将视网膜压平，可先注入少量氟碳液体固定视网膜后极部，再作剥膜，视网膜切开，切除，再注入氟碳液体压平视网膜，做视网膜光凝，巩膜冷凝，外加压环扎，置换眼内填充。
2.2巨大裂孔视网膜脱离[32,33] 巨大裂孔视网膜脱离在玻璃体切除剥膜后注入氟碳液体，翻转的视网膜瓣会充分复位，视网膜与色素上皮紧贴，裂孔常闭合成一细沟，直接眼内光凝或巩膜外冷凝的位置精确，效果更好，冷凝产生的色素上皮细胞播散少，如PVR不严重，可以不做巩膜环扎，在气液交换时放慢速度，可以防止视网膜瓣向后滑动，可以置换眼内填充，也可以将氟碳液体留在眼内，待视网膜与色素上皮粘连，适当时再置换眼内填充。
2.3脱位晶状体、人工晶状体[34,35] 玻璃体切除后，充分游离脱位晶状体，人工晶状体，注入氟碳液体，其高比重可以将晶状体浮至玻璃体中央超声粉碎或切割，可以将人工晶状体上浮至后房，重新固定或取出、置换，避免眼内反复操作，晶状体、人工晶状体掉落对视网膜的损伤，如有视网膜脱离可同时处理。
2.4玻璃体积血视网膜脱离[36,37] 玻璃体积血病例待玻璃体后脱离是减少玻璃体切割并发症的重要条件，氟碳液体在玻璃体积血手术中不与血液混合，手术视野清晰，在积血的玻璃体和视网膜之间形成一保护屏障，对于没有玻璃体后脱离的病例可以在玻璃体后界膜作小孔后注入氟碳液体分离玻璃体后界膜与视网膜，减少视网膜并发症。
2.5脉络膜上腔出血[38,39] 脉络膜上腔出血如没有眼 内容 脱出可以手术 治疗 ，氟碳液体改善了这些患者的预后。360度剪开球结膜，角膜缘后4mm，3个象限做平行角膜缘3mm巩膜切开，从颞下象限（无晶状体眼从角巩缘，有晶状体从睫状体平坦部）刺入30号细长针至玻璃体腔看到针尖，缓慢注入氟碳液体，用棉签轻压眼球使脉络膜上腔出血从巩膜切口中溢出，除去脉络膜上腔出血后，再做玻璃体切除。
2.6黄斑裂孔视网膜脱离[40-42] 黄斑裂孔视网膜脱离在引流视网膜下液体后注入氟碳液体，再作内界膜剥离，由于有氟碳液体的重力对抗作用，视网膜比较稳定，剥膜操作似比原来容易，在剥离内界膜时如使用吲哚青绿染色，少量氟碳液体除可以压平视网膜还可以防止吲哚青绿进入视网膜下。
2.7早产儿视网膜病变[43] 严重的早产儿视网膜病变手术很困难。二通道玻璃体切割，巩膜切口作在虹膜根部后面，玻璃体切割器械直接插入晶状体，在晶状体囊内吸除晶状体皮质和核，晶状体前囊保留到最后切除。后囊与浓缩的前部玻璃体如用玻璃体切割器抓不牢，或是闭漏斗，可以用玻璃体剪剪开，23号长针注入氟碳液体2mL在视网膜前面，后部视网膜被压平，前部再用玻璃体剪作放射切开，避开视网膜和新生血管，空间扩大后可进一步注入氟碳液体，视网膜下液体可以从作在角膜缘后6mm的巩膜切口排出。即使撤掉灌注光纤，氟碳液体仍维持眼球形状，视网膜足够平后，更换眼内填充。关闭巩膜切口后，赤道部作巩膜环扎，前部新生血管组织予冷凝。
2.8化脓性眼内炎[44] 化脓性眼内炎玻璃体腔充满致密脓性团块，与视网膜粘连很紧，玻璃体切除时很容易伤及视网膜。为了使玻璃体切除容易些，预先注入少量氟碳液体沉至——能支撑氟碳液体的平面，可以是停留在炎性膜表面，也可能直接到达视网膜，玻璃体切除时仔细分辨，如是炎性膜则继续切除，氟碳液体再下沉，直至视网膜。氟碳液体有利于整个切除过程中对视网膜的保护。
2.9与t-PA联合应用治疗黄斑下出血[45] 老年性黄斑变性黄斑出血，在玻璃体切除后，黄斑下积血可以用t-PA液化，再用氟碳液体将积血挤入玻璃体腔后吸除。
2.10其他 氟碳液体在严重增殖性糖尿病视网膜病变[46]，脉络膜缺损视网膜脱离[47]，视网膜多发裂孔[48]，视网膜劈裂[49]，眼球内异物[50]，中心浆液性视网膜脉络膜病变引起的大泡性视网膜脱离[51]，人工角膜视网膜脱离[52]，脉络膜肿瘤切除[53]，去除视网膜下气体[54]，黄斑转位[55]等手术中也有成功应用。
2.11氟碳液体在眼内的B超，CT，MRI图像[56-58] 氟碳液体在手术后可以存留眼内，B超图像显示氟碳液体位于眼球最低位置，氟碳液体内部为一无回声区，表面为回声增强线，氟碳液体后有一串类似金属异物的伪像。氟碳液体在CT中显示不透光影，可以显示氟碳在眼内的分布。氟碳液体在眼内MRI检查T1W,T2W显示显著低信号，无法评价视网膜。
2.12氟碳液体临床应用选择，眼内保留时间及并发症 动物实验已证实仅含氟碳原子的氟碳液体如全氟菲（Perfluorophenanthrene）比含氧氮原子的氟碳液体如全氟三丁胺（Perfluorotributylamine）眼内耐受好，选择毫无疑义。有文献比较了临床常用的全氟辛烷（Perfluorooctane）与脱氢全氟菲[59,60]（Perfluoroperhydrophenanthrene）临床应用结果，全氟辛烷屈光指数1.27，蒸发压52mmHg,粘度0.69centistoke,脱氢全氟菲屈光指数1.33（与生理盐水和房水极近似），蒸发压<1mmHg,粘度8.3centistoke,全氟辛烷与生理盐水的屈光指数区别、高蒸发压、低粘度使其在临床手术过程中更容易取干净。术后角膜异常，眼压升高的发生率比脱氢全氟菲低，但两者应用后视网膜复位率无显著差异。为提高脱氢全氟菲的表面能见度，Liang等[61]将全氟辛烷与全氟脱氢菲按不同比例混合，改变屈光指数后使用。术中使用氟碳液体并发症主要为氟碳液体进入视网膜下，大多数文献认为后极部大裂孔不能使用氟碳液体，全氟菲18dynes/cm的表面张力可以阻止其从小于0.5视盘直径的裂孔进入视网膜下[37,62-64]，Han 等[65]报道，在视网膜切除，切开后只要解除所有的视网膜牵引，氟碳液体注入可以超过视网膜切开的后缘，19例患者只有１例发生氟碳液体进入视网膜下。一旦氟碳液体进入视网膜下，除从原视网膜裂孔吸除外还可以作后极部视网膜切开引流。文献报道视网膜下残留的氟碳液体[66-69]可以用39号弹性管道在氟碳液体旁切开，将管道伸入氟碳液体泡内吸除，术后视力得到提高。文献均认为氟碳液体在眼内保留一段时间可引起视网膜，角膜内皮损害，仍有将氟碳液体在手术后留在眼内作眼内填充，待视网膜与色素上皮形成粘连。Tanji等[70]报道将脱氢全氟菲在患者眼内保留了3d～9wk（平均3.3wk），Blinder 等[71]将全氟菲在患者眼内保留了5d～４wk，术后保持坐位或仰卧位，取得满意临床效果。并发症为白内障，视网膜脱离复发,PVR复发，低眼压，黄斑皱折，高眼压，前房渗出，发生率与其他玻璃体手术硅油填充后相似。有个案报道[72]残留氟碳液体在眼内可引起巨细胞炎症反应。
3小结
重水（氟碳液体）以它特殊的物理、化学特点，作为流体动力操作工具（hydrokinetic manipulation tool）在玻璃体视网膜手术中应用，极大的方便了玻璃体视网膜手术，提高手术成功率。临床效果得到时间的'检验，甚至有文献[73]建议玻璃体切割时用氟碳液体作灌注液。但氟碳液体作为玻璃体替代物不能像硅油那样在玻璃体腔内长期保留。
【参考文献】
1 Dale B. Fluorocarbons: Properties and Syntheses. Federat Proceed ,1975;34:1444-1448
2 Maugh H. Perfluorochemical emulsion: Promising blood substitute. Science ,1973;179:669
3 Chang S. Low viscosity liquid fluorochemicals in vitreous surgery. Am J Ophthalmol ,1987;103(1):38-43
4 Haidt SJ, Clark LC Jr, Ginsberg J. Liquid perfluorocarbon replacement of the eye. Invest Ophthalmol Vis Sci ,1982:22(ARVO Supple):242
5 Miyamoto K, Refojo MF,Tolentino FI, Fournier GA ,Albert DM. Perfluoroether liquid as a long term vitreous substitute. Retina ,1984;4(4):264-268
6 Chang S, Zimmerman NJ, Iwamoto T ,Ortiz R,Faris D. Experimental vitreous replacement with Perfluorotributylamine. Am J Ophthalmol ,1987;103(1):29-37
7 Stolba U, Krepler K, Pflug R ,Velikay M,Wedrich A,Binder S. Experimental vitreous and aqueous replacement with perfluorophenanthrene. Retina ,1997;17(2):146-153
8 Eckardt C,Nicolai U,Winter M ,Knop E..Experimental intraocular tolerance to liquid perfluorooctane and perfluoropolyether. Retina ,1991;11(4):375-384
9 Versura P, Cellini M, Torreggiani A, Bernabini. B, Rosso A, Moretti M, Carammzza R. The biocompatibility of silicone,fluorosilicone and perfluorocarbon liquids as vitreous tamponades. Ophthalmology ,2001;215(4):276-283
10 Mertens S,Bednarz J,Richard G Engelnann K. Effect of perfluorodecalin on human retinal pigment epithelium and human corneal endothelium in vitro . Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol ,2000;238(2):181-185
11 Sparrow JR, Matthews P, Iwamoto T, Ross R, Gershbein A, Chang S. Retinal tolerance to intravitreal perfluoroethylcyclohexane liquid in the rabbit. Retina ,1993;13(1):56-62
12 Bryan S, Friedman SM, Mames RN, Margo CE. Experimental vitreous replacement with perfluorotri-n-propylamine. Arch Ophthalmol ,1994;112(8):1098-1102
13 Peyman GA, Soheilian M, Luo Q, Moshfeghi D, Schweighardt FK. Intravitreal tolerance of a new perfluorocarbon vitreous replacement. Can J Ophthalmol ,1996;31(7):345-349
14 De Queiroz JM. Subretinal perfluorocarbon liquids: An experimental study. Retina ,1992;12(suppl):33-39
15 Versura P, Cellini M, Torreggiani A, Bernabini B, Rossi A, Moretti M, Caramazza R. The biocompatibility of silicone,fluorosilicone,and perfluorocarbon liquid as vitreous tamponades:An ultrastructural and immunohistochemical study. Ophthalmolgy ,2001;215(4):276-283
16 Stolba U, Krepler K, Velikay-Parel M, Binder S. The effect of specific gravity of perfluorocarbon liquid on the retina after experimental vitreous substitution. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol ,2004;242(11):931-936
17 Winter M, Eberhardt W, Scholz C, Reichenbach A. Failure of potassium siphoning by Muller cells:a new hypothesis of perfluorocarbon liquid induced retinopathy . Invest Ophthalmol Vis Sci ,2000;41(1):256-261
18 Sparrow JR, Ortiz R, Macleish PR, Chang S. Fibroblast behavior at aqueous interface with perfluorocarbon,silicone,and fluorosilicone liquids. Invest Ophthalmol Vis Sci ,1990;31(4):638-646
19 Green K, Slagle T, Chaknis MJ, Cheeks L, Chang S. Perfluorocarbon effect on rabbit blood retinal barrier permeability. Ophthalmic Res ,1993;25(3):186-191
20 Berkowitz BA, Wilson CA, Hotchell DL. Oxygen kinetics in the vitreous substitute perfluorotributylamine:A 19F NMR study in vivo. Invest Ophthalmol Vis Sci ,1991;32(8):2382-2387
21 Ito Y,Berkowitz BA.MR studies of retinal oxygenation.Vision Res ,2001;41(10-11):1307-1311
22 Sparrow JR, Jayakumar A, Berrocal M, Ozmert E, Chang S. Experimental studies of the combined use of vitreous substitutes of high and low specific gravity. Retina ,1992;12(2):134-140
23 Peyman GA, Conway MD, Soike KF Clark LC Jr. Long term vitreous replacement in primates with intravitreal vitreon or vitreon plus silicon oil. Ophthalmic Surg ,1991;22(11):657-664
24 Sleep TJ, Luff AJ, In vivo formation of heavy oil. Retina ,1999;19(3):251-255
25 Hoerauf H, Faude F, Menz DH, Dresp J, Wiedemann P, Laqua H. Determination of the solubility of perfluorocarbon liquids in silicon oil in vitro and vivo . Retina ,2002;22(2):163-168
26 Ciardella AP, Langton K, Chang S. Intraocular dispersion of perfluorocarbon liquids in silicone oil. Am J Ophthalmol ,2003;136(2):365-367
27 Friberg TR, Siska PE, Somayajula K, Williams J, Eller AW. Interactions of perfluorocarbon liquids and silicone oil as characterized by mass spectrometry. Graefes Arch Clin Exp Ophthamol ,2003;24(10):809-815
28 MorEira CA, Bryk A, Kmomatsu MC, Vanzo LC. Bacterial growth in perfluorocarbon liquids:An in vitro study. Retina ,2001;21(5):533-535
29 MorEIra CA, Uscocovich CE, Moreira AT. Experimental studies with perfluorooctane for hemostasis during vitreoretinal surgery. Retina ,1997;17(6):530-534
30 Chang S, Ozmert E, Zimmerman NJ. Intraoperative perfluorocarbon liquids in the management of proliferative vitreoretinopathy. Am J Ophthalmol ,1988;106(6):668-674
31 Banker AS, Freeman WR, Vander JF, Flores Aguilar M, Munguia D. Use of perflubron as a new temporary vitreous substitute and manipulation agent for vitreoretinal surgery. Retina ,1996;16(4):285-291
32 Millsap CM, Peyman GA, Mehta NJ, Greve MD, Lee KJ, Ma PE, Dunlap WA. Perfluoroperhydrophenanthrene in the management of giant retinal tears :Results of a collaborative study. Ophthalmic Surg ,1993:24(11):759-762
33 Ambresin A, Wolfensberger TJ, Bovey EH. Management of giant retinal tears with vitrectomy, internal tamponade and peripheral 360 degrees retinal photocoagulation. Retina ,2003;23(5)622-628
34 Verma L. Gogoi M, Tewari HK, Kumar A, Talwar D. Comparative study of vitrectomy for dropped nucleus with and without the use of perfluorocarbon liquid. Acta Ophthalmol Scand ,2001;79(4):354-358
35 Roldan-pallares, Sanchez M. Vitreous luxated PC-IOLs:Complication. J Fr Ophthalmol ,2002;25(2):154-160
36 Soheilian M, Peyman GA, Wafapoor H, Navarro GC, Thompson H. Surgical management of traumatic retinal detachment with perfluorocarbon liquid. The vitreon group. Int Ophthalmol ,1996-97;20(5):241-249
37 Desai UR, Peyman GA. Perfluorocarbon liquid in traumatic vitreous hemorrhage and retinal detachment . Ophthalmic Surg ,1993;24(8):537-541
38 Desai UR, Peyman GA, Chen CJ, Nelson NC, Alturki WA, Blinder KJ, Paris CL. Use of perfluoroperhydrophenanthrene in the management of suprachoroidal hemorrhage. Ophthalmology ,1992;99(10):1542-1547
39 Meier P, Wiedemann P. Massive suprachoroidal hemorrhage: secondary treatment and outcome. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol ,2000;238(1):28-32
40 Nishimura A, Kita K, Segawa Y, Shirao Y. Perfluorocarbon liquid assists in stripping the ILM to treat detached retina caused by macular hole. Ophthalmic Surg lasers ,2002;33(1):77-78
41 Brazitikos PD, Androudi S, Dimitrakos SA, Stangos NT. Removal of the internal limiting membrane under perfluorocarbon liquid to treat macular hole associated retinal detachment. Am J Ophthalmol ,2003;135(6):894-896
42 Facino M, Mochi B, Lai S, Terrile R. A simple way to prevent indocyanine green from entering the subretinal space during vitrectomy for retinal detachment due to myopic macular hole. Eur J Ophthalmol ,2004;14(3):269-271
43 Millsap CM, Peyman GA. The surgical management of retinopathy of prematurity using a perfluorocarbon liquid. Int Ophthalmol ,1994;18(2):97-100
44 Forlini C, Del Fiume E. Use of PFCL in the surgical management of endophthalmitis:new indicators. J Vitreo Retina ,1992;1:55-63
45 Kamei M, Tano Y, Maeno T, Ikuno Y, Mitsuda H, Yuasa T. Surgical removal of submacular hemorrhage using tissue plasminogen activaton and perfluorocarbon liquid. Am J Ophthalmol ,1996;121(3):267-275
46 Imamura Y, Minami M, Ueki M, Satoh B, Ikeda T. Use of perfluorocarbon liquid during vitrectomy for severe proliferative diabetic retinopathy. Br J Ophthalmol ,2003;87(5):563-566
47 Lee KJ, Peyman GA, Paris CL, Alturki WA, Desai UR. Management of retinal detachment associated with choroidal coloboma using perfluoroperhydrophenanthrene. Ophthalmic Surg ,1992;23(8):563-564
48 Brazitikos PD, Androudi S, Damico DJ. Perfluorocarbon liquid utilization in primary vitrectomy repair of retinal detachment with multiple breaks. Retina ,2003;23(8):615-621
49 Lomeo MD, Diaz-Rohena R, Lambert HM. Use of perfluorocarbon liquid in the repair of retinoschisis retinal detachment. Ophthalmic Surg Lasers ,1996;27(9):778-781
50 Vartanyan AH, Hovhannisyan TA. Application of perfluorocarbon liquid in the removal of metallic intraretinal foreign bodies. Med Sci Monit ,2002;8(2):CR66-71
51 Chen HC, Ho JD, Chen SN. Perfluorocarbon liquid assisted external drainage in the management of central serous chorioretinopathy with bullous serous retina detachment. Chang Gung Med J ,2003;26(10):777-781
52 Paris CL, Peyman GA, Blinder KJ, Alturki W, Dailey JP, Barron BA.Surgical technique for managing rhegmatogenous retinal detachment following prosthokeratoplasth. Retina ,1991;11(3):301-304
53 Garcia-arumi J, Sararols L, Martinez V, Corcostegui B. Vitreoretinal surgery and endoresection in high posterior choroidal melanomas. Retina ,2001;21(5):445-452
54 Brown AD, Kirkby GR. Removal of subretinal gas using perfluorocarbon liquid. Retina ,1997;17(1):70-71
55 Cekic O, Ohji M, Tano Y, Chang S. Continuous outflow devices for macular translocation with 360 degree retinotomy. Am J Ophthalmol ,2003;135(2):241-243
56 Nemeth J, Suveges I. Echographic sign of perfluorodecalin. Am J Ophthalmol ,1993;115(5):679-680
57 Milisap CM. Perfluoroperhydrophenanthrene is radiopque. Ophthalmic Surg ,1993;24(7):500
58 Manfre L, Fabbri G, Avitabile T, Biondi P, Reibaldi A, Pero G. MRI and intraocular tamponade media. Neuroradiology ,1993:35(5):359-361
59 Anat L, Humayyun MS, Juan E, Campochiaro PA. Haller JA.Perfluoroperhydrophenanthrene versus perfluoronoctane in vitreoretinal surgery. Ophthalmology ,2000;107(6):1078-2000
60 Scott IU, Murray TG, Flynn Jr HW, Smiddy WE,Feuer WJ, Schiffman JC. Outcome and complication associated with perfluoronoctane and perfluoroperhydrophenanthrene in complex retinal detachment repair. Ophthalmology ,2000;107(5):860-865
61 Liang C, Peyman GA. Tolerance of extended term vitreous replacement with perfluoronoctane and perfluoroperhy drophenanthrene mixture. Retina ,1999;19(3):230-237
62 Ji YZ, Pei S, Wu YJ, Huo WL, Chen YJ. Phacoemulsification combined with trabeculectomy. Int J Ophthalmol (Guoji Yanke Zazhi) ,2006;6(4)888-889
63 Xiao Y, Wang J, Li JH, Liu J, Wang L, Sun HY, Gao ZJ. Posterior continuous capsulorhexis in longenital cataract extraction. Int J Ophthalmol (Guoji Yanke Zazhi) ,2005;5(6):1178-1179
64 Wang Z, Xia Q, Liu XW, Cui BH. Influence of posterior capsule opacification on visual function. Int J Ophthalmol (Guoji Yanke Zazhi) ,2006;6(2):377-380
65 Han DP, Rychwalski PJ, Mieler WF, Abrams GW. Management of complex retinal detachment with combined relaxing retinotomy and intravitreal perfluoronoctane injection. Am J Ophthalmol ,1994;118(1):24-32
66 Lesnoni G, Rossi T, Gelso A. Subfoveal liquid perfluorocarbon . Retina ,2004;24(1):172-176
67 Garcia-Valenzuela E, Ito Y, Abrams GW. Risk factors for retention of subretinal perfluorocarbon liquid in vitreoretinal surgery. Retina ,2004;24;(5):746-752
68 Roth DB, Sears JE, Lewis H. Removal of retained subfoveal perfluoronoctane liquid. Am J Ophthalmol ,2004;138(2):287-289
69 Huang JY, Yang CM. Intraocular formation of heavy oil in the subretinal space. Jpn J Ophthalmol ,2004;48(1):75-77
70 Tanji TM, Peyman GA, Mehta NJ, Millsap CM. Perfluoroperhydrophenanthrene as a short term vitreous substitute after complex vitreoretinal surgery. Ophthalmic Surg ,1993;24(10):681-685
71 Blinder KJ, Peyman GA, Desai UR, Nelson NC Jr, Alturki W, Paris Cl.Vitreon,a short term vitreoretinal tamponade. Br J Ophthalmol ,1992;76(9):525-528
72 Singh J, Ramaesh K. Wharton SB, Cormack G, Chawla HB. Perfluorodecalin induced intravitreal inflammation. Retina ,2001;21(3):247-251
73 Quiroz-mercado H, Suarez-tata L, Magdalenic R, Murillo-Lopez, Garcia-Aguirre G.Perfluorocarbon perfused vitrectomy:animal studies. Am J Ophthalmol ,2004:137(2):287-293转贴
眼科医学论文2
1998年，当Thomson等[1]第一次从胚胎中分离培养了人体胚胎干细胞，并随后发现它能分化为体内几乎所有的细胞以后，干细胞成为人类在21世纪的伟大 科技 成果之一，人们对干细胞注入了极大的热情。干细胞是一类具有自我更新、高度增殖及多向分化潜能的细胞，主要分为胚胎干细胞和成体干细胞。胚胎干细胞(embryonic stem cells, ESCs)是来源于人或动物胚胎内的细胞团或原始生殖嵴的一种多能细胞,几乎可以向所有的成年组织分化。多数致盲性眼病，如严重的眼表疾病、青光眼、视网膜色素变性等，均存在着不可逆的细胞损伤和变性的病理过程，因此，应用ESCs作为细胞供体进行移植治疗，可能补充损伤细胞，重建眼表和恢复视网膜功能，为这类疾病的患者重见光明带来了希望。本文将对ESCs在眼科的研究进展及应用前景进行综述。
1胚胎干细胞概述
1.1 ESCs的生物学特性 ESCs是从哺乳动物早期胚胎内细胞团(inner cell mass ,ICM) 或原始生殖细胞(primary germ cell , PGC)经体外分离,抑制分化培养获得的一种二倍体细胞。这类细胞在适宜培养基中可无限增殖并保持未分化状态，具有多向分化潜能，在体内体外都可形成广泛的细胞类型[2,3]。它具有以下特性: ①ESCs具有分化的多潜能性在体外可诱导分化出属于3个胚层的分化细胞；②ESCs具有种系传递的功能；③ESCs具有长期的未分化增殖能力,细胞不仅能分化成各种器官组织而且能增殖生成新的保持同种性状的ESCs；④ESCs易于进行基因改造操作；⑤ESCs保留了正常二倍体的性质且核型正常。Thomson等建立的五株ESCs在体外经过4～5mo未分化增殖，依然保持分化形成滋养层及所有三胚层组织的能力，将ESCs注射到SCID小鼠，小鼠可形成含有三胚层组织来源的畸胎瘤。大多数哺乳动物ESCs细胞均表达较高的碱性磷酸酶（AKP）活性,而且表达高端粒酶活性，即使培养1a，传代300代仍具有高端粒酶活性[4]。未分化的人ESCs 除表达多潜能干细胞典型标记物如OCT4、AKP等外，还表达阶段特异性胚胎抗原3、4（SSEA-3，SSEA-4），高分子量糖蛋白TRA-1-60和TRA-1-80、TG30、TG343，而未分化的鼠ESCs不表达SSEA-3或SSEA-4，但特异性表达SSEA-1，说明人类和鼠的胚胎发育过程存在着基本种族差异[5]。尽管以上细胞标记物没有一个是完全的特异性ESCs 标记物，但作为整体出现与ESCs未分化状态却有密切联系[2]。ESCs在体外可以扩增，又能维持不分化状态和发育全能性，可对它进行遗传操作，因此，是进行细胞移植治疗的良好种子细胞。然而，明确控制胚胎干细胞向特定细胞分化的基因和环境信号，以及胚胎干细胞移植的组织相容性仍是一个难题，还需大量的实验和 理论 研究。
1.2 ESCs的信号转导 在小鼠的ESCs研究中人们已经发现了两条各自独立的干细胞分子信号转导通路:白血病抑制因子( leukemia inhibitory factor, LIF)通路和Oct4通路。它们在保持细胞多能性及支持其未分化状态的生长有重要作用。研究表明,LIF通过与gp130-LIF 受体结合来激活转录因子STAT3( signal transducer and activator of transcription 3)从而来支持ESCs的分裂增殖。但最近有人报道:活化STAT3 信号能维持鼠ESCs的多能性,但LIF/ STAT3 信号通路不能维持人ESCS的自我更新及多能性[6,7]。Oct4是一种POU-V相关的DNA结合转录因子,它与小鼠全能细胞的表型有关。进一步的研究证明,Oct4可阻止ICM向体细胞分化,是胚胎 发展 期保持细胞处于未分化状态的关键因素。另有研究表明，转录因子Nanog在保持啮齿类动物的ESCs处于未分化状态中也起一定的作用。Nanog的表达比Oct4稍晚一些,对于保持ICM及ESCs的未分化状态有重要意义。
2胚胎干细胞在眼科的研究现状
2.1胚胎干细胞与角膜 严重的眼表疾病如Stevens-Johnson综合症、化学性烧伤等，可以引起角膜缘上皮细胞缺失，导致球结膜上皮化、角膜新生血管形成和结膜瘢痕，最终导致视力丧失。虽然 目前 自体角膜缘干细胞移植[8]和口唇粘膜[9]移植可以成功的进行眼表重建，但一些严重的眼表疾病如Stevens-Johnson综合症，通常是双眼发生病变，且口唇粘膜同时受累，因此，将ESCs诱导形成角膜缘干细胞，为治疗此类疾病提供了新的思路。王智崇等[10]用表层角膜缘基质接触诱导ESCs，在体外分化成为单一形态的较大细胞，裸鼠皮下移植后形成细胞复层， 电子 显微镜发现细胞核呈扁平状，细胞表面有微绒毛结构，符合角膜缘干细胞的部分形态学特征，而体外培养条件下，角膜基质剥离面的ESCs细胞仍保持其小细胞状态不变，未经表层角膜缘基质诱导的ESCs细胞裸鼠皮下注射后分化为畸胎瘤样结构，表明表层角膜缘基质的这种微妙的调节微环境具有诱导ESCs细胞定向分化为角膜缘干细胞的潜能。2001年，喻瓴等将大鼠ESC 细胞与兔角膜缘上皮细胞共同培养以诱导其分化,结果由ESCs分化出的细胞具有上皮细胞表型,并且还表达角膜上皮细胞特异性标志物细胞角蛋白K3/ K12[11]。最近，Homma等[12]将小鼠ESCs用Ⅳ型胶原接触诱导后形成上皮祖细胞，其角膜上皮细胞特异性标记物K12表达阳性，鳞状上皮细胞标记物K14表达阴性。然后将诱导后的上皮祖细胞移植到以n－庚醇制备的角膜损伤小鼠模型，移植后24h可见受损角膜重新上皮化，修复细胞来源于移植的干细胞。有趣的是部分移植细胞呈现基底细胞或翼细胞外观，说明移植细胞同时出现了非角膜上皮细胞的特性。由此可见，对于双眼完全性角膜缘干细胞缺乏的病例，ESCs很有可能为角膜缘干细胞移植和眼表重建提供充足的细胞来源。
2.2胚胎干细胞与晶状体 目前，人工晶状体植入在白内障治疗中得到世界范围的广泛应用，其手术 方法 的安全性是明确的，但是术后的调节 问题 一直没有得到很好的解决。2003年，国外研究者[13]以基质细胞来源的诱导活性（stromal cell-derived inducing activity, SDIA）为诱导剂，诱导猴ESCs分化成晶状体细胞，20d后细胞聚集成群，最终形成不同大小的透明体，具有三维结构，免疫组化和Western blot检测显示αA晶状体蛋白和Pax6阳性。一些细胞群内可见色素上皮细胞的存在。同时，晶状体细胞的数量随FGF-2浓度和ESCs集落密度的增加而增多。因此，将ESCs诱导成晶状体细胞，植入到晶状体摘除术后的囊带内，是替代人工晶状体治疗白内障的一个可能途径，而且可以很好的解决术后调节问题。
2.3胚胎干细胞与视网膜 在眼科领域的研究中，ESCs移植尚处于实验研究阶段，其在视网膜变性疾病及视神经病变治疗中的应用潜能逐渐成为研究的热点。ESCs既可以作为视网膜神经元发育机制研究的良好模型，也可以为视网膜变性疾病进行细胞移植提供充足的资源。Schraermeyer 等[14]将ESCs移植至RCS(Royal College of Surgeons)大鼠的视网膜下腔,结果发现未进行ESCs移植的对照组视网膜外核层细胞发生变性而ESCs移植组外核层仍保留8排左右细胞,说明移植ESCs能延缓视网膜感光细胞的变性。
Zhao等[15]研究发现，ESCs经体外诱导后可以分化成表达光感受器细胞特异性标志的细胞，但不呈现光感受器细胞的形态，可能与未同时进行细胞分化和形态学分化诱导有关。Hara等[16]将ESCs移植入成年小鼠玻璃体腔内，分别在移植后5d和3d进行形态学和凋亡检测，结果发现，在移植后5d，ESCs呈未分化状态，不表达神经元标记物，且大量细胞凋亡。而移植后30d未检测到凋亡细胞，其中一部分细胞沿视网膜内表面分化呈现神经节细胞形态，位于神经节细胞层，并形成神经元 网络 ，且表达与宿主神经节细胞相似的神经元标记物；而另一部分远离视网膜表面的细胞则形成了畸胎瘤，说明ESCs向视网膜神经元分化需要视网膜微环境的诱导。而Meyer等[17]将小鼠ESCs在体外用视黄酸诱导为神经祖细胞后，移植至rd1鼠玻璃体腔后进行观察，结果发现移植细胞大部分分布在视网膜内界膜，少数细胞整合至视网膜神经节细胞层和内从状层，移植细胞呈现神经元样表型，且表达神经元和突触特异性标记物，说明视网膜特异性微环境对ESCs向神经元分化也具有诱导作用，且分化后的神经元可能与宿主神经元建立了突触联系。但其具体的诱导分化机制，以及是否成功的进行了功能重建还需进一步研究。
最近，Haruta等[18]将猴ESCs诱导分化成为色素上皮细胞，分化后的细胞在形态上呈六角形，富含色素，顶端具有微绒毛，细胞间形成紧密连接，而且具有非特异性吞噬功能。随后他们将由这种ESCs获得的色素上皮细胞移植入4wk龄的RCS大鼠视网膜下腔，8wk后 分析 表明移植细胞具有正常视网膜色素上皮细胞的形态，而且对光感受器细胞具有一定的保护作用。 研究 者同时还对移植鼠进行了行为学检测，结果显示移植鼠的视功能得到了很好的保存。最近，有学者将ESCs在体外诱导形成含有色素上皮前体细胞的eye-like结构，并移植至鸡胚的视泡内，可见视网膜色素上皮细胞单层的形成，表明移植结构在体内可以定向的分化为成熟的类色素上皮细胞[19]。此外，人ESCs也可诱导分化成色素上皮细胞，具有正常视网膜色素上皮细胞的形态和非特异性吞噬功能，表达色素上皮细胞特异性标记物，同时还可转分化为神经元细胞，经多次传代后又可重新分化为类色素上皮细胞。让人感兴趣的是，这些由ESCs诱导分化来源的色素上皮细胞与视网膜色素上皮组织在基因表达上具有高度的相似性，其相似性高于 目前 已经建系的人视网膜色素上皮细胞D407和ARPE-19[20]。这为研究视网膜色素上皮细胞失代偿引起的视网膜变性的发病机制、药物 治疗 的开发和细胞替代治疗提供了无穷资源。
3存在 问题
ESCs的成瘤性是目前ESCs移植面临的困难之一。Arnhold等[21]在移植后的长期观察中，50％的移植眼可以看到畸胎瘤的形成，并侵犯宿主的视网膜，甚至是全眼球受累。这说明ESCs的无限自我更新和高分化潜能在移植后有形成肿瘤的危险，这就要求在使用ESCs进行治疗前，必须先进行体外诱导ESCs分化产生某种特定的组织细胞或设计自杀基因，当移植的细胞向肿瘤 发展 时，自杀基因能启动自毁程序使其凋亡。而且如何控制ESCs分裂增殖中的突变，产生正常的分化细胞仍需大量实验研究。此外，ESCs的伦 理学 问题也仍然是目前的争论焦点之一。
总之， ESCs的自身 应用 优势虽然为难治性眼科疾病的治疗提供了新的途径，但也存在着大量有待解决的问题。因此，阐明ESCs的定向分化机制、明确向目的细胞分化的诱导条件、基因修饰ESCs将是未来ESCs研究的发展方向。
【参考文献】
1 Thomson JA, Itskovitz-Eldor J, Shapiro SS, Waknitz MA, Swiergiel JJ, Marshall VS, Jones JM. Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts. Science ,1998;282:1145-1147
2 Eiges R, Benvenisty N. A molecular view on pluripotent stem cells. FEBS letters ,2002;529:135-141
3 Verfaillie CM, Pera MF, Lansdorp PM. Stem cells: hope and reality. Hematology ,2002;1:369-391
4 Amit M, Carpenter MK, Inokuma MS, Chiu CP, Harris CP, Waknitz MA, Itskovitz-Eldor J, Thomson JA. Clonally derived human embryonic stem cell lines maintain pluripotency and proliferative potential for prolonged periods of culture. Dev Biol ,2000;227:271-278
5 Pera MF, Reubinoff B, Trounson A. Human embryonic stem cells. J Cell Sci ,2000;113(1):5-10
6 Dahéron L, Opitz LS, Zaehres H, Lensch WM, Andrews PW, Itskovitz-Eldor J, Daley GQ. LIF/ STAT3 signaling fails to maintain self-renewal of human embryonic stem cells. Stem Cells ,2004;22:770-778
7 Humphrey RK, Beattie GM, Lopez AD, Bucay N, King CC, Firpo MT, Rose-John S, Hayek A. Maintenance of pluripotency in human embryonic stem cEIls is STAT3 independent. Stem Cells ,2004;22:522-530
8 Dua HS, Azuara-Blanco A. Autologous limbal transplantation in patients with unilateral corneal stem cell deficiency. Br J Ophthalmol ,2000;84:273-278
9 Nishida K, Yamato M, Hayashida Y, Watanabe K, Yamamoto K, Adachi E, Nagai S, Kikuchi A, Maeda N, Watanabe H, Okano T, Tano Y. Corneal Reconstruction with Tissue-Engineered Cell Sheets Composed of Autologous Oral Mucosal Epithelium. N Engl J Med ,2004;351(12):1187-1196
10王智崇,葛坚,陈家祺,*冰.角膜基质诱导胚胎干细胞定向分化的初步实验研究.眼 科学 报,1999;15(4):195-198
11 Yu L, Ge J, Wang Z, Huang B, Yu K, Long C, Chen X. The preliminary experimental study of induced differention of embryonic stem cells into corneal epithelial cells. Eye Sci ,2001;17(3):138-143
12 Homma R，Yoshikawa H，Takeno M，Kurokawa MS, Masuda C, Takada E, Tsubota K, Ueno S, Suzuki N. Induction of Epithelial Progenitors In Vitro from Mouse Embryonic Stem Cells and Application for Reconstruction of Damaged Cornea in Mice. Invest Ophthalmol Vis Sci ,2004;45(12):4320-4326
13 Ooto S, Haruta M, Honda Y, Kawasaki H, Sasai Y, Takahashi M. Induction of the Differentiation of Lentoids from Primate Embryonic Stem Cells. Invest Ophthalmol Vis Sci ,2003;44(6):2689-2693
14 Schraermeyer U, Thumann G, Luther T, Kociok N. Subretinally transplanted embryonic stem cells from degeneration in the RCS rats. Cell Transplant ,2001;10(8):673-680
15 Zhao X, Liu JN, Ahmad I. Differentiation of embryonic stem cells into retinal neurons. Biochem Biophys Res Commun ,2002;(297):177-184
16 Hara A, Niwa M, Kunisada K, Yoshimurad N, Katayamaa M, Kozawab O, Moria H. Embryonic stem cells are capable of generating a neuronal network in the adult mouse retina. Brain Research ,2004;999(2):216-221
17 Meyer JS, Katz ML, Maruniak JA, . Neural differentiation of mouse embryonic stem cells in vitro and after transplantation into eyes of mutant mice with rapid retinal degeneration. Brain Research ,2004;(1014):131-144
18 Haruta M, SasaiY, Kawasaki H, Amemiya K, Ooto S, Kitada M, Suemori H, Nakatsuji N, Ide C，Honda Y, Takahashi1 M. In Vitro and In Vivo Characterization of Pigment Epithelial Cells Differentiated from Primate Embryonic Stem Cells. Invest Ophthalmol Vis Sci ,2004;45:1020-1025
19 Aokia H, Harab A, Nakagawa S， Motohashia T, Hiranod M, Takahashie Y, Kunisadaa T. Embryonic stem cells that differentiate into RPE cell precursors in vitro develop into RPE cell monolayers in vivo. Exp Eye Res , 2006;(82):265-274
20 Klimanskaya I, Hipp J, Rezai KA, West M, Atala A, Lanza1 R. Derivation and Comparative Assessment of Retinal Pigment Epithelium from Human Embryonic Stem Cells Using Transcriptomics. Cloning and stem cells , 2004;(3):217-245
21 Arnhold S, Klein H, Semkova I, Addicks K, Schraermeyer U. Neurally Selected Embryonic Stem Cells Induce Tumor Formation after Long-Term Survival following Engraftment into the Subretinal Space. Invest Ophthalmol Vis Sci ,2004;(45):4251-4255